FÓRMULA LEUCOCITARIA

Fecha: 01 de diciembre,2014.

Fundamento: Determinar el porcentaje que representa cada uno de los tipos de leucocitos con respecto al total de ellos con la fórmula leucocitaria.

Material: microscopio, papel, lápiz, portaobjetos, duquesitas y frasco lavador.

Reactivos: solución alcohólica de triarilmetano, solución tamponada de xanteno, solución tamponada de tiazina, agua destilada, aceite de inmersión. 

Muestra: Sangre capilar

Desarrollo:
-Realizamos una extensión y la teñimos con panóptico rápido (véase práctica XI).
-Preparamos el microscopio para que tenga el condensador alto y el diafragma abierto.
-Enfocamos la preparación y la observamos con el objetivo pequeño.
-Buscamos una zona en la que los hematíes no estén superpuestos y los leucocitos se encuentren uniformemente distribuidos.
-Observamos esa zona de la preparación y vamos describiendo un recorrido en forma de almenas o de greca.
-Mientras observamos por el microscopio vamos anotando el número y tipos de leucocitos.

Observaciones: El número de leucocitos que se cuentan es 100. Para calcular el número de cada uno de los tipos de leucocitos se aplica una fórmula (escrita en los resultados)

Resultados:

Neutrofilos cayados: 14; Neutrofilos segmentados: 56; Linfocitos: 14; Monocitos: 9; Eosinofilos: 0; Basofilo: 3.

Interpretación de los resultados: Al hacer los cálculos podemos observar que los resultados de proporción es normal, aunque hay un poco más de basófilos de lo normal y linfocitos mas bajos. Eso se puede deberse a que el sujejo debe estar enfermo (resfriado, etc.)

Hoja de trabajo:
1.¿Con qué objetivo se observan los leucocitos cuando se determina una fórmula leucocitaria?  100x
2.¿Cómo es el recorrido que se describe en la observación leucocitaria?  En forma de almenas o de grecas.
3.¿Cuándo se han de observar al menos 200 leucocitos? Cuando se encuentran más linfocitos que neutrófilos o más del 10% de eosinofilos o más del 12% de monocitos.
4.Si de 100 leucocitos observados, 20 son linfocitos y el WBC es igual a 7.000 leucocitos/mm3 de sangre, ¿Cuál es el número que hay en 1 mm3 de sangre? n°TL=7.000×20/100=1.400 linfocitos/ mm3 de sangre.
5.¿Cómo se llama el aumento de los monocitos? Monocitosis.

DETECCIÓN DE CUERPOS DE HEINZ

Fecha: 28 de noviembre,2014.

Fundamento: Detectar cuerpos de Heinz con el microscopio.

Material: Tubo de ensayo, pipeta Pasteur, pipeta automática, baño de agua, portaobjetos, microscopio, vaso de precipitado, varilla, papel de filtro, parafilm, probeta y embudo.

Reactivos: cristal violeta, agua destilada, suero fisiológico y aceite de inmersión. 

Muestra: Sangre total

Desarrollo:
-Preparamos el colorante:

• Mezclamos 20 ml de la solución de cristal violeta, 20 ml de agua destilada y 20 ml de suero fisiológico. 
• Lo filtramos y lo vertemos en un tarro (previamente etiquetado. 

-En un tubo de ensayo, echamos volúmenes iguales de colorante y sangre. En nuestro caso 1 ml de sangre y un ml de colorante.

-Homogenizamos la mezcla, tapamos el tubo con parafilm y lo metemos en el baño de agua a 37°C durante 5 minutos.

-Pasado este tiempo lo sacamos y colocamos una gota en un portaobjetos.

-Hacemos una extensión y la dejamos secar.

-Observamos pa extensión con el microscopio, con el objetivo de inmersión.

Observaciones: Los cuerpos de Heinz, una vez teñidos, se observan como pequeñas granulaciones de color púrpura que se localizan en la periferia de los hematíes.
La primera realización de la práctica no ha salido bien ya que el colorante no estaba bien filtrado.

Resultados:

Interpretación de los resultados: La muestra de sangre que tenemos no muestra cuerpos de Heinz, lo que implica que el sujeto estudiado no tiene una Hb inestable.

Hoja de trabajo.
1.¿Cuál es el colorante usado para teñir los cuerpos de Heinz? El colorante usado es una solución de cristal violeta.
2.¿De qué color son los cuerpos de Heinz teñidos? De color púrpura.
3.¿Dónde se localizan los cuerpos de Heinz? Se localizan en la periferia de los hematíes. 

CONTAJE DE RETICULOCITOS

Fecha: 27 de noviembre,2014.

Fundamento: Observar reticulocitos al microscopio óptico mediante la tinción con colorantes vitales.

Material: Microscopio, tubos de hemólisis, pipetas Pasteur, portas, baño de agua, papel de filtro, embudo, tarro, vaso de precipitado, varilla, vidrio de reloj, balanza, probeta, parafilm y portaobjetos.

Muestra: sangre anticoagulada.

Desarrollo:
-Preparamos el colorante:

• En una probeta medimos 8o ml de solución salina y 20 ml de citrato sódico, lo vertemos en un vaso de precipitados.
• Pesamos 1 g de azul cresil brillante, lo añadimos en el vaso de precipitado y lo mezclamos con una varilla.
• Filtramos el colorante y lo añadimos a un tarro (previamente etiquetado).

-En un tubo de hemólisis echamos tres gotas dfe colorante y 3 gotas de sangre.

-Homogenizamos suavemente y lo tapamos con parafilm.

-Introducimos el tubo en el baño de agua a 37ºC durante 5 minutos.

-Pasado ese tiempo volvemos a homogenizar.

-Tomamos una gota, la colocamos en un portaobjetos y hacemos una extensión.

-Una vez seca, la colocamos en el microscopio y la observamos.

Resultados: 

Interpretación de los resultados: No se pueden observar reticulocitos ya que la sangre utilizada lleva mucho tiempo en la nevera y los resultados no son concluyentes.

Hoja de trabajo:

1.¿Qué son los reticulocitos? Los reticulocotos son hematíes maduros.

2.¿Qué tipo de tinción estamos utilizando? Una tinción supravital

3. ¿Por qué hacemos la corrección del porcentaje de reticulocitos?  Porque es un valor relativo referido a una cifra normal de hematíes. 

4.¿Qué nos expresa el IPR? Nos da un valor numérico de la estimulación hematopoyética por encima de la actividad de la línea base normal.

DETERMINACIÓN DEL VALOR HEMATOCRITO MEDIANTE EL MICROMÉTODO

Fecha: 21 de noviembre,2014.

Fundamento: Aprender a determinar el valor del hermatocrito de una muestra.

Material: tubos capilares, plastilina, gasas (o algodón), centrífua de microhematocrito, regla milimetrada o un lector de microhematocrito.

Muestra: sangre capilar o sangre venosa (con EDTA).

Desarrollo:

-Llenamos dos capilares con la sangre, 3/4 partes de su longitud.

-Limpiamos el exterior de cada capilar con una gasa.

-Sellamos el extremo de cada capilar con plastilina. Para ello introducimos el capilar por la plastilina, lo haremos unas 3 veces más o menos.

-Colocamos los capilares enfrentados en la centrífuga de microhematocrito.

-Centrifugamos los capilares a unas 12.000g durante 5 minutos.

-Una vez pasado ese tiempo hacemos los cálculos pertinentes que pueden ser de dos maneras:

• Medimos las columnas formados en el interior de cada tubo con una simple regla milimetrada y calculando, seguidamente, el porcentaje que le corresponde a la columna de eritrocitos, mediante una sencilla regla de tres.
• Mediante un lector de microhematocrito.

·         

Observaciones: Los resultados no serán exactos ya que la muestra de sangre utilizada lleva mucho tiempo en la nevera.

Resultados y cálculos:

Interpretación de los resultados: El valor normal del HCT está comprendido entre el 42 y el 47% en las mujeres, y entre el 45 y 52% en los varones. Un valor bajo del HCT suele ser signo del padecimiento de una anemia, aunque puede haber falsos descensos. Un  valor alto de HCT suele ser signo de una poliglobulina. En nuestro caso el HCT está un nivel bajo eso se debe al tiempo en la nevera de la muestra sanguínea.

Hoja de trabajo:

1.¿Qué significa la franja roja que tienen algunos capilares de microhematocrito? La franja roja significa que esos capilares están heparinizados.

2.¿A qué fuerza relativa de centrifugación (g) se centrifuga la sangre? La sangre se centrifuga entre 2.000 g y 5.000 g, con el macrométodo, y entre 12.000g y 15.000g, con el micrométodo.

3.Si la medida de la columna de eritrocitos es de 20mm y la de la  columna total es de 50mm, ¿cuál es el valor del hematocrito? El valor es de un 40%

4.Si con un capilar se obtiene un HCT de 45 y con el otro uno de 43, ¿cómo debe ser la forma de actuar ante estos resultados? Al no superar el 2% del más alto de ellos se calcula la media de los valores obtenidos.

RECUENTO DE HEMATÍES

Fecha: 21 de noviembre,2014

Fundamento: Realizar un RBC de una muestra de sangre, con la cámara de recuento.

Material: Pipeta de Thoma, tubo de goma con boquilla, prepipeta, cámara de recuento Neubauer, cubreobjetos y microscopio.

Reactivos: Líquido de Hayem.

Muestra: sangre capilar o sangre venosa anticoagulada con EDTA.

Desarrollo:

-Humedecemos las bandas laterales del retículo de la cámara con agua destilada (para adherir bien el cubreobjetos) y colocamos el cubreobjetos sobre el retículo de la cámara.

-Colocamos el tubo de goma en la pipeta de Thoma y en la prepipeta.

-Aspiramos la sangre hasta la señal de 1 y limpiamos cuidadosamente el exterior de la pipeta sin bajar el nivel de sangre.

-Sin soltar la sangre de la pipeta Thoma, aspiramos líquido de Hayem hasta la señal de 101.

-Colocamos el dedo pulgar en la punta de la pipeta, desganchamos la goma de la pipeta y colocamos el dedo índice.

-Sujetando la pipeta con los dos dedos, agitamos suavemente la pipeta Thoma durante 2 ó 3 minutos.

-Apartamos el dedo pulgar y desechamos las 3 primeras gotas de la pipeta.

-La siguiente gota la depositamos entre la cámara y el cubreobjetos. (hay que evitar que se formen burbujas y que rebose).

-Dejamos reposar la sangre diluida de la cámara para que las células puedan sedimentarse.

-Colocamos la cámara en el microscopio, enfocamos con el objetivo de 40x y verificamos que la distribución de los hematíes es homogénea.

-Contamos los hematíes encontrados en los 4 cuadrados medianos de la esquina y el cuadrado mediano del centro.

Observaciones: El resultado no sale correcto ya que la sangre utilizada lleva mucho tiempo en la nevera y eso deteriora la cantidad de hematíes.

Resultados:

Hay que calcular el RBC con la siguiente fórmula:   RBC=Hx5x10xD

RBC=recuento de hematíes

H= hematíes contados en 5 cuadrados medianos

D= factor de dilución

RBC= (117+103+81+110+70)x5x10x100; RBC=481x5x10x100; RBC=2405000; RBC=2’405 millones/mm3

Interpretación de los resultados: Si se disminuye el RBC tenemos un caso de anemia, en cambio si el RBC tenemos un caso de policitemia. Los valores normales son entre 4 y 5 millones/mm3 en el caso de las mujeres, y entre los 4’54 y 6 millones/mm3 en el caso de los varones. En nuestro caso sale muy por debajo de lo normal lo que puede ser por tener anemia o porque la sangre lleva mucho tiempo en la nevera.

Hoja de trabajo:

1.¿Qué se debe hacer si el líquido de Hayem contiene precipitados? Hay que filtrarlo

2.¿Cuál es el volumen de sangre diluida que hay sobre cada uno de los cuadrados pequeños donde se han contado los hemtaíes? En cada uno hay 0’05mm3

3.¿Cuál es el volumen de sangre diluida que hay sobre cada uno de los cuadrados medianos donde se han contado los hematíes?

4.¿Cuál es el volumen de sangre diluida que hay sobre el cuadrado central?

5.Si la pipeta Thoma se enrasa con sangre hasta la señal de 1, ¿cuál es la dilución posteriormente obtenida?

6.¿Si la sangre se diluye a 1/200 y se cuentan 450 hematíes en 5 cuadrados medianos, ¿cuál es el RBC obtenido? RBC=450x5x10x200; RBC=4500000; RBC=4’5 millones/mm3

VISUALIZACIÓN DE UNA CÁMARA DE RECUENTO

Fecha: 20 de noviembre,2014.

Fundamento: Aprender a visualizar una cámara de recuento con el microscopio.

Material: microscopio, cámara Neubauer.

Desarrollo:

-Observamos con el microscopio (con todos los objetivos) el retículo de la cámara de recuento.

-Enfocamos con el objetivo de 10x, uno de los cuadrados grandes situado en las cuatro esquinas del retículo.

-Contamos el número de cuadrados medianos contenidos en ese cuadro grande periférico.

-Enfocamos, con el objetivo de 10x, el cuadrado grande central.

-Contamos el número de cuadrados medianos contenidos en ese cuadro.

-Contamos el número de cuadrados pequeños englobados en uno de esos cuadrados medianos.

Ejercicios:

(Paso 2 y 3 del desarrollo)

Teniendo en cuenta que la longitud de cada uno de los lados del retículo es de 3 mm, calcular:

·         La longitud de los lados de cada cuadrado grande periférico: 1mm

·         La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados medianos englobados en un cuadrado grande periférico: 0’25 mm

Teniendo en cuenta que la longitud del espacio comprendido entre el retículo y el cubre es de 0’1mm, calcular el volumen de sangre diluida que hay en la cámara de recuento montada, a nivel de:

·         El retículo entero: 0’9mm3 (0’1*3*3)

·         Un cuadrado grande periférico: 0’1mm3

·         Un cuadrado mediano incluido en un cuadrado grande periférico: 0’025mm3

(Paso 4 y 5 del desarrollo)

Contar el número de cuadrados mediaos contenidos en ese cuadrado grande:

Contar el número de cuadrados pequeños englobados en uno de esos cuadrados medianos: 16 cuadrados

Teniendo en cuenta que la longitud de cada uno de los lados del retículo es de 3mm, calcular:

·         La longitud de los lados del cuadrado grande central: 1mm

·         La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados medianos incluidos en el cuadrado grande central: 0’2mm (2:5)

·        La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados pequeños contenidos en uno de esos cuadrados medianos: 0’05mm

Teniendo en cuenta que la longitud del espacio comprendido entre el retículo y el cubre es de 0’1mm, calcular el volumen de sangre diluida que hay en la cámara de recuento montada, a nivel de:

·         El cuadro grande central: 0’1mm3

·         Un cuadro  mediano englobado en el cuadrado grande central: 0’05mm3

·         Un cuadrado pequeño incluido en uno de esos cuadros medianos: 0'05mm3

TINCIÓN PANÓPTICO RÁPIDO

Fecha: 13 de noviembre, 2014.

Fundamento: Realizar una tinción de panóptico rápido  para la visualización de las diferentes estructuras celulares.

Material: 3 duquesitas, portaobjetos, frasco lavador.

Sustancias y reactivos: Solución nº1: solución alcohólica de triarilmetano, solución nº2: solución tamponada de xanteno, solución nº3: solución tamponada de tiazina, agua destilada, aceite de inmersión.

Muestra:Sangre capilar o sangre venosa anticoagulada.

Desarrollo:

-Realizamos una extensión sanguínea (véase Práctica VII) y la dejamos secar.

-Se colocan las tres soluciones en las duquesitas (una en cada una) y anotamos los números en las tapas de cada solución.

-Cogemos la extensión sanguínea y la sumergimos, en la primera solución, durante 1 segundo y repetimos este procedimiento 4 veces más (en total 5 segundos en la primera solución).

-Sumergimos a continuación otras cinco veces (cada una de un segundo de duración) en la duquesita de la solución 2.

-Sumergimos otras cinco veces, cada una de un segundo, en la duquesita de la solución 3.

-Lavamos la extensión con agua destilada y la dejamos secar.

-Una vez seca la extensión le añadimos una gota de aceite de inmersión para observarla con el objetivo 100x en el microscopio.

Observaciones: Al limpiarla con agua destilada una parte de la extensión se ha ido. Este método de tinción tiene la misma calidad que los métodos clásicos (Giemsa y Wright) y además su ejecución es más rápida.

Resultados:

Interpretación de los resultados: Las coloraciones obtenidas en las células obtenidas son similares a las de la tinción de Wright y Giemsa (Práctica X, Práctica IX). Los eritrocitos están coloreados de un color salmón oscuro,  las plaquetas de color violeta y además se han podido ver Neutrófilos (el núcleo de color azul tirando a violeta y el citoplasma rosa) y monocitos (núcleo color violeta y citoplasma azul).

Hoja de trabajo:

1.¿En qué se diferencia este método de las otras tinciones clásicas? Este método tiene una ejecución más rápida que la clásica (15 segundos) y la extensión se sumerge en las soluciones  (en los otros métodos se extienden sobre la extensión).

2.¿Cuántos segundos debe sumergirse el frotis en cada una de las soluciones? Se debe sumergir la extensión 5 segundos en cada solución (5 inmersiones de 1 segundo).

3.¿Cuál cree que es la solución fijadora? La primera ya que contiene metanol.

TINCIÓN DE WRIGHT

Fecha: 13 de noviembre, 2014.

Fundamento: Realizar una tinción de Wright para la visualización de las diferentes estructuras celulares.

Material: microscopio, cristalizador, puentes de tinción, pipetas Pasteur, tubos de ensayo, gradilla, portaobjetos.

Reactivos y sustancias: solución de Wright, solución tampón pH 7’2, aceite de inmersión.

Muestra: Sangre capilar o sangre venosa anticoagulada.

Desarrollo:

-Realizamos una extensión sanguínea muy fina (véase Práctica VII).

-Sobre el cristalizador colocamos el puente de tinción y sobre este la extensión.

-Sobre la extensión, le añadimos 1 ml de Wright y lo dejamos actuar durante 1 minuto.

-Pasado el minuto, lavamos la extensión con solución tampón pH 7’2 y la dejamos escurrir en posición vertical.

-En un tubo de ensayo, diluimos 0’5 ml de Wright con 0’5 ml de solución tampón pH 7’2 y lo mezclamos bien.

-Cubrimos la extensión, con una pipeta pasteur, con la disolución y la dejamos actuar entre 3 y 5 minutos.

-Pasado este tiempo, lavamos la extensión con agua del grifo y después la lavamos con solución tampón pH 7’2, y la dejamos secar en posición vertical.

-Una vez seca la extensión,  le añadimos una gota de aceite de inmersión para observar con el objetivo de 100x en el microscopio.

Observaciones: Igual que en la tinción de Giemsa, no se pueden observar glóbulos blancos ya que la sangre utilizada lleva bastante tiempo en el frigorífico.

Resultados:

Interpretación de los resultados: Se puede observar prácticamente igual que en la tinción de Giemsa (Práctica IX), los eritrocitos se tiñen de color rosado oscuro y las plaquetas de color violeta.

Hoja de trabajo:

1.¿Qué tipo de colorante utilizamos en esta tinción? Utilizamos colorante Wright

2.¿Qué sustancia empleamos como fijador? Como el colorante contiene metanol no es necesario un paso previo de fijación.

3.¿Cuánto tiempo debe estar en contacto el frotis con el colorante diluido? Debe estar entre 3 y 5 minutos.

TINCIÓN DE GIEMSA

Fecha: 11 de noviembre, 2014.

Fundamento: Realizar una tinción de Giemsa, para la visualización de las diferentes estructuras celulares.

Material: Microscopio, 2 portaobjetos, cristalizador, puente de tinción, pipetas Pasteur y tubos de ensayo.

Reactivos y sustancias: Colorante Giemsa, solución tampón pH 7’2, metanol, aceite de inmersión.

Muestra: sangre capilar o sangre venosa anticoagulada (heparina o EDTA).

Desarrollo:

-Preparamos una extensión sanguínea (véase Práctica VII).

-Colocamos el puente de tinción sobre el cristalizador, y sobre el puente colocamos la extensión.

-Cubrimos la extensión con metanol durante 3 minutos. Lo escurrimos y lo dejamos secar.

-Diluimos, en un tubo de ensayo, 0,2 ml de Giemsa con 2 ml de solución tampón pH 7’2 y lo homogenizamos.

-Con la ayuda de una pipeta Pasteur, cubrimos toda la extensión con la dilución de Giemsa y lo dejamos actuar durante 25 minutos.

-Transcurrido ese tiempo, escurrimos y lavamos la extensión con agua del grifo y después lo lavamos con solución tampón pH 7’2 hasta eliminar los restos del colorante y lo dejamos secar en posición vertical.

-Una vez seca la extensión colocamos una gota de inmersión para visualizarla con el objetivo de 100x en el microscopio.

Observaciones: Al observar la extensión por el microscopio no se pueden observar glóbulos blancos ya que es de la sangre guardada en el laboratorio y lleva mucho tiempo, por lo tanto los neutrófilos han desaparecido ya.

Resultados:

Interpretación de los resultados: En la extensión se pueden observar los eritrocitos oscuros y las plaquetas de color violeta.

Hoja de trabajo:

1.¿Cuáles son los anticoagulantes más adecuados para esta técnica? Heparina o EDTA

2.¿Con qué reactivo fijamos el frotis? Lo fijamos con metanol

3.¿Cuánto tiempo debe actuar el colorante en el frotis? El colorante debe actuar durante 25 minutos.

PREPARACIÓN DE GOTA GRUESA

Fecha: 10 de noviembre,2014

Fundamento: Realizar una preparación de gota gruesa para observar si hay parásitos palúdicos.

Material: capilar, pipeta Pasteur, 2 portaobjetos, cristalizador, puente de tinción, microscopio.

Reactivos y sustancias: Metanol, agua destilada, solución colorante Giemsa (3%) con agua destilada.

Muestra: sangre capilar o venosa anticoagulada con heparina o EDTA.

Desarrollo:

-Sujetamos, sólo por los bordes, un portaobjetos limpio.

-Colocamos una pequeña gota de sangre en el centro del portaobjetos y realizamos una extensión en capa fina.

-A la derecha de donde hemos puesto la pequeña gota, añadimos tres gotas más grandes y formando como un triángulo y las unimos (con movimientos rápidos y circulares con el otro portaobjetos) hasta extenderlas formando una capa gruesa y uniforme.

-Dejamos que se seque la preparación y fijamos la extensión fina. Después la dejamos secar durante 24 horas.

-Colocamos un puente de tinción encima de un cristalizador, y colocamos la preparación encima del puente.

-Con la ayuda de una pipeta Pasteur, añadimos el colorante (Giemsa 3%) a la preparación y dejamos actuar durante 30-45 minutos.

-Una vez transcurrido ese tiempo, limpiamos con agua destilada el exceso de coloración y la dejamos secar en posición vertical.

-Lo observamos en el microscopio.

Observaciones: La preparación de gota gruesa se hacen para observar si existe la enfermedad de paludismo. Hay cuatro especies de parásitos palúdicos: plasmodium vivax, plasmodium ovale, plasmoduim malarie y plasmoduim falciparum. En la preparación de la gota gruesa, los hematíes están lisados, por lo que el diagnóstico de paludismo se basa en el aspecto de los parásitos que puedan encontrarse.

Resultados e intepretación de resultados:

Al observar la preparación en el microscopio se puede observar que no hay parásitos palúdicos, por lo tanto el individuo del que procede la muestra de sangre no está infestado por plasmodium.

Hoja de trabajo:

1.¿Qué se utiliza para teñir la preparación de gota gruesa? Una preparación de colorante Giemsa al 3% con agua destilada.

2.¿Cómo están los hematíes en la preparación de gota gruesa? Los hematíes están lisados.

3.¿Con qué sustancias se fija la preparación de gota gruesa? La preparación es fijada con metanol.